肿瘤细胞通过改变CD8+ T细胞中的丙酮酸利用和琥珀酸信号来调控抗肿瘤免疫应答。

原名：Tumor cells dictate anti-tumor immune responses by altering pyruvate utilization and succinate signaling in CD8+ T cells

译名：肿瘤细胞通过调节CD8+ T细胞的丙酮酸利用和琥珀酸信号来介导抗肿瘤免疫反应

期刊：Cell Metabolism

IF：31.373

发表时间：2022.07

通讯作者：Marcia C. Haigis

通讯作者单位：马萨诸塞州波士顿哈佛医学院细胞生物学系

Marcia C. Haigis教授于威斯康辛大学获得生物化学博士学位，并在麻省理工学院进行博士后研究。2006年，Haigis博士加入哈佛大学医学院，目前是该校细胞生物学系的教授。其实验室对理解癌症中的代谢重编程做出了关键贡献，包括确定白血病中脂肪氧化控制中的代谢脆弱节点，以及氨的代谢循环产生对肿瘤生长重要的氨基酸。

摘要

肿瘤微环境(TME)是一个独特的代谢生态位，可以抑制T细胞的代谢和细胞毒性。为了解剖肿瘤和T细胞之间的代谢相互作用，研究者建立了一个体外系统，该系统再现了TME的代谢生态位，并允许研究者定义细胞特异性代谢。研究者确定肿瘤来源的乳酸是CD8+T细胞毒性的抑制剂，揭示了TCA循环中一个意想不到的代谢分流。代谢匹配的细胞毒性T细胞将琥珀酸分流出TCA循环，通过琥珀酸受体(SUCNR1)促进自分泌信号。细胞毒性T细胞依赖丙酮酸羧化酶(PC)补充TCA循环中间产物。相比之下，乳酸能减少pc介导的回补。对丙酮酸脱氢酶(PDH)的抑制足以恢复PC活性、琥珀酸分泌和SUCNR1的激活。这些研究确定PDH是一个潜在的药物靶点，可使CD8+T细胞保留细胞毒性并克服富含乳酸的TME。

引言

免疫系统对肿瘤进展提供了关键的防御。然而，许多肿瘤的进化逃避了免疫系统的根除，肿瘤微环境(tumor microenvironment, TME)抑制了抗肿瘤免疫。免疫检查点阻断(ICB)靶向抑制抗肿瘤免疫的通路。目前已拥有FDA批准的靶向抑制受体细胞毒性t淋巴细胞相关蛋白4 (CTLA-4)、程序性细胞死亡蛋白1 (PD-1)和程序性死亡配体1 (PD-L1)的治疗方法。尽管取得了这些显著的成功，但大多数转移性肿瘤患者对ICB仍没有持久的反应。因此，需要更深入地了解调节免疫细胞功能和限制抗肿瘤免疫的途径。

在过去的几年里，大量的证据显示了新陈代谢是如何在CD8+T细胞生物学的许多方面发挥核心作用的。代谢重编程在T细胞激活时启动，对维持CD8+T细胞增殖、存活和功能至关重要。一些研究已经描述了原始CD8+T细胞活化和分化后的代谢特征。

这些研究表明，CD8+T细胞在T细胞受体(TCR)刺激下上调糖酵解和线粒体代谢，而破坏这两种代谢途径都会导致T细胞激活失败。然而，TME如何影响这些代谢转移和CD8+T细胞功能尚不完全清楚。鉴于TME具有独特的代谢生态位，其中关键营养物质可能受到限制，而免疫抑制代谢副产物则会积累，因此这一特征尤其相关。

在本研究中，研究者测试了肿瘤细胞分泌的代谢物抑制CD8+T细胞毒性的假设。

研究者发现了一个意想不到的肿瘤-T细胞代谢回路，其中肿瘤来源的乳酸在TME重新连接CD8+T细胞丙酮酸代谢，导致细胞毒性功能的丧失，但没有增殖。研究者发现细胞毒性CD8+T细胞依赖于丙酮酸羧化酶(PC)，它将丙酮酸转化为线粒体草酰乙酸。这个反应维持了TCA循环和琥珀酸的分泌，它通过琥珀酸受体1 (SUCNR1)启动自分泌信号，这是一种促炎症的G蛋白偶联受体。研究者发现，SUCNR1信号启动细胞毒性分子在T细胞中的产生促进肿瘤杀伤。

TME衍生的乳酸盐将这个过程还原为更传统的TCA循环，其中碳通过丙酮酸脱氢酶(PDH)而不是PC的活性进入，琥珀酸被转化为富马酸而不是分泌。

通过对TME中CD8+T细胞毒性的代谢依赖性建模，研究者表明，通过PC活性、琥珀酸分泌和SUCNR1的自分泌激活，对PDH的药理抑制足以重建CD8+T细胞毒性。因此，本研究强调了靶向T细胞代谢促进细胞毒性的治疗潜力，即使在敌对代谢环境中。

结果

模拟TME的营养条件会损害CD8+T细胞的细胞毒性和PC活性

为了确定伴随细胞毒性的CD8+T细胞的代谢改变，研究者使用抗cd3 /抗cd28、IL-2和IL-12激活了识别鸡卵白蛋白(OVA) 256 – 264肽的幼稚TCR转基因OT-1 CD8+T细胞72小时。研究者将这些激活的OT-1细胞与组成表达OVA蛋白的GFP+-B16黑色素瘤或GFP+-MC38结肠腺癌细胞一起或不一起培养(图1A)。

当在RPMI中与表达ova的肿瘤细胞一起培养时，这些激活的T细胞显示出干扰素g (IFNγ)、颗粒酶B (GzmB)和Ki67表达的抗原特异性增加(图S1A-S1C)。

由于TME独特地反映了细胞(包括丰富的肿瘤细胞)的净代谢物消耗和分泌，研究者比较了在新鲜RPMI培养基中培养的T细胞或在与肿瘤细胞培养24小时后获得的条件培养基(CM)中培养的T细胞的细胞毒性(图1A)。

CM或RPMI单独培养24小时后，肿瘤细胞数量(图1B)和活化CD8+T细胞数量(图1C)无明显差异，说明CM不影响细胞活力。但与肿瘤细胞共培养时，培养基成分显著影响CD8+T细胞活性。CM共培养显著降低了CD8+T细胞的细胞溶解活性以及IFNγ和GzmB的产生(图1D-1G和S1D-S1G)。当CD8+T细胞与不表达OVA的B16细胞共培养时，CM对非特异性杀伤也有明显的抑制作用(图S1H)。这一结果表明CM的抑制作用并不直接依赖于抗原信号传导。此外，根据细胞数量的测量，在RPMI或CM中与肿瘤细胞一起培养的T细胞中，增殖标志物Ki67没有变化，这表明CM影响CD8+T细胞效应功能(IFNγ、GzmB产生和细胞溶解)的作用与细胞增殖无关。(图1H和S1I)。这表明CM可以将CD8+T细胞的效应功能（IFNγ、GzmB的产生和细胞溶解）从细胞增殖中分离出来。

目前为止，还没有一种方法能够从共培养中快速分离T细胞和肿瘤细胞，用于进一步的代谢评估。研究者克服了这一限制，开发了一种基于快速细胞大小的过滤方法的技术，可以在几秒钟内从共培养物中分离这些细胞群。流式细胞术分析证实肿瘤细胞和T细胞群>纯度为95%(图1I, 1J和S1J)。

接下来，研究者应用快速分离来评估共培养中与细胞溶解活性相对应的代谢变化，并检查在CM条件下T细胞代谢是否发生改变。为了绘制与细胞溶解活性相关的代谢图谱，研究者测量了在RPMI和CM条件下，在存在或不存在B16-OVA或MC38OVA肿瘤细胞的情况下培养的活化CD8+T细胞中¹³C₆-glucose的利用率， 如上所述。当比较单独生长或与肿瘤细胞共培养的CD8+T细胞的代谢谱时，研究者观察到共培养的CD8+T细胞在中心碳代谢产物中表现出糖源性碳的增加，包括氨基酸和TCA循环中间产物(图S1K)。虽然在CM中共培养的CD8+T细胞表现出类似的葡萄糖诱导作用，但研究者检测到这些碳进入TCA循环的显著差异。葡萄糖衍生的丙酮酸可以通过pdh依赖性生成乙酰辅酶a为TCA循环贡献两个碳，乙酰辅酶a与草酰乙酸结合形成柠檬酸。另外，丙酮酸也可以通过PC的活性生成草酰乙酸，将其全部3个碳贡献到TCA循环中(图1K)。有趣的是，这两种酶都与促进线粒体代谢、细胞增殖和各种模型系统中的能量维持有关，但它们在CD8+T细胞行为中的作用尚未确定。研究者观察到两种丙酮酸转化酶，PC和PDH，在细胞溶解T细胞共培养中与在CM中抑制T细胞共培养中活性的差异。尽管在RPMI中共培养的CD8+T细胞通过PC (M+3)和PDH (M+2)对TCA循环中间产物苹果酸和延胡索酸酯的贡献增加，但在CM中共培养的CD8+T细胞仅表现出来自PDH的碳的增加(图1L, 1M, S1M和S1N)。

为了估计PC活性的相对变化，研究者直接比较了苹果酸M+3和琥珀酸M+3。虽然苹果酸M+3可以来自氧化TCA循环或PC活性，但琥珀酸M+3主要由氧化TCA循环产生，作为反琥珀酸脱氢酶(SDH)通量极低或不存在。研究者证实，在与肿瘤细胞共培养时，CM抑制了CD8+T细胞的PC活性(图S1L和S1O)。与CM对细胞毒性的作用一致，CM对PC活性的抑制作用是通过一种不与抗原依赖信号相关的机制驱动的，因为在CD8+T细胞与不表达OVA的B16细胞共培养时观察到相同的表型(图S1P)。综上所述，这些结果表明肿瘤细胞的存在可以刺激抗原特异性CD8+T细胞IFNγ和GzmB的产生，并改变CD8+T细胞的代谢，但不影响Ki67的表达。然而，CM以抗原独立的方式抑制CD8+T细胞中IFNγ和GzmB的产生以及PC的活性，这表明肿瘤细胞形成的营养成分可以抑制CD8+T细胞的效应功能并导致代谢重编程。

肿瘤细胞分泌乳酸改变了CD8+T细胞的代谢

为了确定可能导致CM中CD8+T细胞活性抑制的特定代谢物变化，研究者直接比较了CM与RPMI的代谢物组成(图2A)。尽管在RPMI中检测到的大多数营养物质在CM中较低，但在CM中乳酸水平显著富集，达到了10 mM(图2A和2B)。为了确定乳酸在体内TME中是否会积累到相同的程度，研究者从B16-OVA肿瘤植入小鼠中分离出肿瘤间质液(TIF)和血浆(图2C)。乳酸水平在TIF中累积到11毫米，而在血浆中为1毫米。这些TIF乳酸水平与CM中观察到的相似(图2D)。这些数据证实乳酸积累是免疫抑制TME的一个特征，并提示肿瘤来源的乳酸可能是CD8+T细胞代谢重配的驱动因素。

因此，研究者用乳酸脱氢酶(LDH)抑制剂草酸钠处理肿瘤细胞，阻断乳酸生成和分泌。来自ldh抑制细胞的CM缺乏乳酸，在T细胞共培养中没有抑制PC活性(图2E)。然而，在CM或RPMI中添加乳酸足以损害CD8+T细胞共培养中PC的活性(图2E和2F)。值得注意的是，在高乳酸培养基中，CD8+T细胞的杀伤以及GzmB和IFNγ的产生都减少了(图2G-2J和S2A)。

综上所述，这些数据表明肿瘤来源的乳酸导致了CD8+T细胞中PC活性和细胞溶解活性的降低。

抑制PDH可通过TCA循环再生增加PC活性和CD8+T细胞毒性

为了测试PC、PDH活性和CD8+T细胞效应功能之间可能的因果关系，研究者接下来调节了丙酮酸氧化的两个分支(图3A)。首先，研究者使用shRNA靶向PC(图S2B)，发现CD8+T细胞中的PC敲除(KD)足以减少CD8+T细胞的杀伤、GzmB和IFNγ的产生(图3B-3E、S2C和S2D)，这表明PC活性是CD8+T细胞功能最大化的必要条件。

由于PC和PDH活性控制丙酮酸进入线粒体的节点分支，研究者测试了抑制PDH是否会增加PC的丙酮酸可用性，从而促进CD8+T细胞的细胞毒性，即使乳酸存在。为了测试这一想法，研究者使用了PDH抑制剂CPI-613 (图3A和S3A)。研究者在CPI-613存在或不存在的情况下进行13c6 –葡萄糖示踪，并测量PC活性。有趣的是，在添加10 uM乳酸的共培养物中，抑制PDH足以挽救PC活性和CD8+T细胞杀伤(图3F和3G)。此外，在RPMI共培养物中，CPI-613进一步增加了PC活性、CD8+T细胞杀伤和IFNγ，但没有增加GzmB的产量(图3H-3K、S3B和S3C)。与研究者早期的观察结果类似，通过Ki67表达来衡量，PDH抑制并不影响增殖(图S3D)。PDH抑制对CD8+T细胞杀伤和IFNγ产生的影响在MC38-OVA模型中得到独立验证。此外，使用shRNA对PDH进行遗传抑制也获得了类似的结果(图3L-3N和s3E – s3k)。

接下来，研究者研究了PDH抑制导致的高水平丙酮酸是否通过CD8+T细胞中的LDH增加乳酸产量。c6 –葡萄糖示踪表明，对PDH的抑制不会增加葡萄糖来源的丙酮酸对乳酸的通量(图S3L)，而且无论是否存在PDH抑制剂，LDH抑制剂草酸钠对CD8+T细胞的杀伤效率都没有影响(图S3M)。

接下来，研究者试图了解PC活性如何支持CD8+T细胞的细胞毒性和IFNγ的产生。功能性TCA循环需要9种核心代谢物的持续和平衡补充，因为许多代谢物会离开线粒体，并作为生物合成或信号反应的前体。由于将草酰乙酸转化为柠檬酸的柠檬酸合酶反应是不可逆的，而且琥珀酸脱氢酶A (SDHA)的流量很少或不存在，因此PC的活性主要与延胡索酸、苹果酸和草酰乙酸的补充有关(图1K)。据此，研究者证明了在CD8+T细胞中，pc衍生的碳标记了这些代谢物(图1L和1M)。在培养基中添加草酰乙酸、苹果酸或延胡索酸完全挽救了KD或肿瘤来源乳酸对PC的抑制后CD8+T细胞的细胞毒性(图3O和3P)。最后，PC KD或CM培养的CD8+T细胞不能通过补充a-酮戊二酸来挽救(图S3N和S3O)。因此，这些结果表明为维持CD8+T细胞的细胞毒性需要PC活性来补充TCA循环中间产物。

PC活性使琥珀酸分泌和CD8+T细胞功能增强

由于CD8+T细胞的细胞溶解活性取决于pc依赖的TCA循环中间产物的再结合，研究者下一步研究这些代谢物是否可能主动退出细胞溶解性CD8+T细胞。令人惊讶的是，当分析CD8+T细胞在与肿瘤细胞单独或共培养时的培养基组成时，研究者发现在肿瘤细胞存在时琥珀酸可以积极分泌，而这种效果被CM抑制(图4A和S4A)。由于PC可以产生所有的TCA循环中间产物，而这些中间产物通常来自于琥珀酸，研究者接下来测量了CD8+T细胞通过SDHA的活性将琥珀酸转化为延胡索酸、苹果酸和草酰乙酸的能力(图1K)。正如预期的那样，研究者观察到与单独培养的T细胞相比，参与肿瘤细胞溶解的CD8+T细胞中的SDHA活性大幅下降(图4B)。SDHA活性的下调与研究者的数据一致，显示了PC补充TCA循环左臂的关键作用(图3O, 3P, S3N和S3O)。由于研究者没有观察到细胞内琥珀酸盐水平的显著差异(图S4A)，研究者下一步通过在细胞外培养基中补充这种代谢物来探索其影响。研究者发现外源性琥珀酸显著增加CD8+T细胞的杀伤和IFNγ，但没有增加GzmB，在没有或存在肿瘤源性乳酸或CM的情况下(图4C, 4D和S4B-S4F)。值得注意的是，研究者发现在乳酸存在的情况下，抑制PDH也挽救了琥珀酸的分泌率(图4E)。这些结果表明，细胞外琥珀酸盐是调节CD8+T细胞活性的代谢产物信号。

最后，研究者通过使用13c4 –琥珀酸来研究琥珀酸在CD8+T细胞中的命运(图4F)。在基于RPMI的共培养中生长的CD8+T细胞仅部分将13c4 –琥珀酸结合到TCA循环中间苹果酸中(图4G)。由于PC的KD显著增加了琥珀酸的掺入(图4G)，这些数据表明PC活性通过允许琥珀酸分泌到细胞外空间，同时通过再融合维持TCA循环通量，从而增加了CD8+T细胞的细胞毒性。

胞外琥珀酸激活suncnr1，促进CD8+T细胞毒性

由于琥珀酸不是主要用来补充TCA循环，研究者研究了这种代谢物作为自分泌信号支持CD8+T细胞毒性的潜力。细胞外琥珀酸与细胞表面的琥珀酸受体SUCNR1结合，促进G蛋白偶联信号级联，最终导致转录变化。尽管SUCNR1与炎症反应有关的研究表明，SUCNR1和CD8+T细胞毒性之间的联系此前未见报道。为了确定CD8+T细胞分泌的琥珀酸是否对该受体的自体激活很重要，研究者为SUCNR1生成了shRNA，并评估了CD8+T细胞的细胞毒性。SUCNR1 KD显著抑制CD8+T细胞的杀伤以及IFNγ的产生(图5A-5C和S5A-S5C)。此外，琥珀酸补充剂不再能够增加SUCNR1 KD T细胞中CD8+T细胞的杀伤(图5A)。

研究者接下来测试了PDH抑制是否可以挽救SUCNR1 KD CD8+T细胞的功能。如图5D所示，使用PDH抑制剂治疗无法挽救SUCNR1 KD细胞中CD8+T细胞的杀伤。此外，在肿瘤来源乳酸存在或不存在的情况下，用琥珀酸受体激动剂(SRA)顺式环氧琥珀酸治疗可以促进CD8+T细胞特异性杀伤和IFNγ的产生(图5E-5H和S5D – S5H)。综上所述，这些数据与SUCNR1信号通路发生在CD8+T细胞乳酸诱导的代谢重构下游的模型一致。

体内抑制PDH可增加TME中琥珀酸的分泌，促进抗肿瘤免疫

接下来，研究者利用同基因B16黑色素瘤小鼠模型，研究了PDH抑制是否会增加体内TME内的琥珀酸分泌。研究者将B16肿瘤细胞植入8周龄C57BL/6小鼠体内。第8天，当肿瘤建立并可触及时，研究者以25 mg/kg的剂量腹腔注射PDH抑制剂CPI-613(图6A)。在第15天，研究者比较了给予载体或PDH抑制剂小鼠肿瘤的TIF(代表TME)中的琥珀酸水平。抑制PDH会增加TIF中的琥珀酸水平，但不会影响血浆中的琥珀酸水平(图6B和S6A)。值得注意的是，通过使用CD8+T细胞消耗抗体治疗，PDH抑制对琥珀酸分泌的影响被消除(图6B)。这些数据表明，PDH抑制剂的作用以CD8+T细胞依赖的方式影响TME中的琥珀酸水平。

接下来，研究者猜测PDH抑制是否与aPD-1免疫治疗协同作用。研究者植入B16-OVA肿瘤，并给予三种次优剂量的aPD-1 (100 mg)或同型药物，加或不加PDH抑制剂治疗(图6A)。值得注意的是，研究者发现aPD-1和CPI-613的组合进一步减少了肿瘤的生长(图6I和S6K)。研究者在MC38同基因小鼠模型中重现了这种表型(图S6L和S6M)。因为在aPD-1免疫治疗过程中，祖T细胞群(Slamf6+)增殖并产生最终耗尽的T细胞群(Tim-3+) (Im et al, 2016)，研究者测量了PDH抑制是否会影响这种平衡。研究者发现，PDH抑制对Slamf6/Tim-3种群没有显著影响(图S6J)。这些数据支持一种模型，即PDH抑制剂特异性增强效应T细胞，同时通过独特而互补的机制与免疫治疗协同作用。

接下来，研究者测试了PDH活性是否影响CD8+T细胞肿瘤浸润。为了直接比较在同一TME内CD8+T细胞与PDH KD或无PDH KD的浸润情况，研究者将同基因标记的OT-1 CD8+T细胞与shRNA进行转导PDH或CTRL。在B16-OVA肿瘤植入前一天，研究者过继共移植OT-1 CD8+T细胞shCTRL 45.2和OT-1 CD8+T细胞shPDH 45.1, 16天后，研究者测量了它们在B16-OVA肿瘤中的数量。首先，研究者发现与对照T细胞相比，PDH KD OT-1 CD8+T细胞具有更高的肿瘤浸润能力(图6C和S6B)。其次，研究者发现，与单独转移OT-1 CD8+T shCTRL 相比，单独转移OT-1 CD8+T shPDH可以抑制肿瘤生长(图6D和S6C)。

最后，研究者在肿瘤建立后使用药理抑制PDH来验证这些结果。使用PDH抑制剂CPI-613治疗可以显著降低肿瘤生长(图6E和S6D)。肿瘤生长的减少伴随着CD8+T细胞产生的GzmB和IFNγ的增加(图6G, 6H, S6F和S6G)。此外，研究者评估了PDH抑制对其他免疫人群的影响(图S6H和S6I)。为了测试PDH抑制是否通过仅依赖CD8+T细胞的机制来降低肿瘤生长，研究者使用特异性抗体清除CD8+T细胞。CD8+T细胞的减少削弱了ppi -613治疗的效果，表明体内肿瘤的减少是由CD8+T细胞介导的(图6F和S6E)。因此，这些发现表明PDH抑制剂代谢治疗是通过特异性CD8+T细胞的激活进行的。

为了检测SUCNR1在体内CD8+T细胞中的重要性，研究者将同基因标记的OT-1 CD8+T细胞用shRNA转导SUCNR1或CTRL。在B16-OVA肿瘤植入前一天，研究者过继共移植OT-1 CD8+T细胞shCTRL 45.2和OT-1 CD8+T细胞shSUCNR1 45.1, 16天后，研究者测量了它们在B16-OVA肿瘤中的数量。值得注意的是，研究者发现与CTRL OT-1 CD8+T细胞相比，SUCNR1 KD OT-1 CD8+T细胞表现出更低的肿瘤浸润能力(图6J和S6B)。为了验证SUCNR1活性限制CD8+T细胞体内抗肿瘤细胞毒活性的假说，研究者测试了SRA的作用。研究者植入B16肿瘤细胞，在第8天，研究者开始以1mg /kg的剂量给药SRA或腹腔注射对照剂。与使用载药的小鼠相比，使用SRA的小鼠肿瘤生长减少(图6K和S6N)。为了证明SRA特异性靶向CD8+T细胞，研究者使用特异性抗体清除CD8+T细胞。研究者发现，当CD8+T细胞耗尽时，SRA对肿瘤生长的影响完全消失(图6L和S6O)。因此，这些数据表明SRA效应依赖于T细胞。此外，SUCNR1的激活伴随着CD8+T细胞IFNγ和GzmB表达的增加(图6M, 6N和S6P)。

总之，研究者已经证明了TME的营养成分调节CD8+T细胞的代谢适应度。在活性的CD8+T细胞中，丙酮酸通过PC和PDH为TCA循环提供燃料。具体来说，需要PC的活性来补充TCA循环中间产物，以允许琥珀酸的分泌。分泌的琥珀酸盐作为信号分子，以自分泌的方式激活 SUCNR1。然后， SUCNR1增加T细胞的细胞毒性，从而直接将T细胞的内部代谢程序与它们的细胞毒性功能联系起来(图6O，左图)。然而，CD8+T细胞的代谢适应度在TME内受到损害。肿瘤来源的乳酸改变了丙酮酸进入TCA循环的平衡，从PC活性转向由PDH催化的反应，导致TCA循环出现最小的无反应性，且无法维持琥珀酸的分泌来激活 SUCNR1(图6N，右图)。值得注意的是，研究者的研究结果表明，TME诱导的CD8+T细胞的代谢重重构及其细胞溶解功能可以通过抑制PDH恢复。

讨论

在本研究中，研究者证明了TCA循环在代谢匹配的CD8+T细胞中具有双重功能，不仅产生代谢中间体，而且还分泌琥珀酸作为自分泌信号分子。琥珀酸激活促炎的 SUCNR1受体，驱动炎症细胞因子的合成和T细胞的细胞毒性。研究者发现，TME中存在的高水平肿瘤源性乳酸盐驱动的代谢应激可以重编程CD8+T细胞丙酮酸代谢，最终导致无法激活 SUCNR1。当乳酸将丙酮酸通量从PC重定向到PDH时，CD8+T细胞在高乳酸条件下重新激活SDHA，导致琥珀酸氧化而不是分泌。重要的是，研究者确定了几个代谢节点，可以靶向恢复CD8+T细胞活性，即使在高乳酸条件下。通过其激动剂顺式环氧琥珀酸直接激活 SUCNR1或通过抑制PDH增加PC活性和琥珀酸分泌可促进CD8+T细胞在TME中的代谢适应和功能。因此，这项研究说明了代谢干预的潜力，以加强免疫治疗，并导致一个更好的治疗结果。

此前的研究表明，T细胞代谢通过提供代谢中间产物促进T细胞增殖和影响CD8+T细胞表观基因组，对T细胞活化和功能发挥至关重要。然而，确定细胞毒性活性的代谢需求已被证明是困难的，特别是在复杂的多细胞系统中。在这里，研究者开发了一个平台，允许快速分离肿瘤和T细胞群。这项技术使研究者能够分离T细胞–肿瘤细胞相互作用过程中发生的细胞类型特异性代谢事件，并通过改变培养基成分来测试某些微环境因素的影响。通过使用该系统，研究者发现TME中肿瘤源性乳酸的高水平是CM对T细胞抑制作用的唯一原因。此外，这种共培养系统允许研究者利用T细胞依赖的杀伤和细胞因子的产生作为CD8+T细胞效应功能的读数。当研究者明确地显示这些因子在共培养时被诱导并被乳酸抑制时，共培养系统提供了观察杀死过程的代谢需求而不是激活的优势。

既往报道表明，B16黑色素瘤中乳酸积累会损害CD8+T细胞和自然杀伤细胞的生存和功能。从机制上讲，乳酸可以抑制活化T细胞核因子(NFAT)的上调和IFNγ的产生。另一项研究表明，富含乳酸的环境如何抑制糖酵解，迫使CD8+T细胞依赖丝氨酸生物合成来维持T细胞增殖。加上研究者的研究显示乳酸对CD8+T细胞效应功能的抑制作用，这些发现表明高糖酵解肿瘤可能通过多种乳酸介导的机制促进免疫逃逸。

SUCNR1及其下游信号靶点被研究为几种生理过程的关键调控因子，包括免疫反应。尽管有许多关于 SUCNR1在炎症中的研究，但很少有人关注该受体在癌症中的作用。在本研究中，研究者发现细胞毒性CD8+T细胞分泌琥珀酸激活其 SUCNR1受体并促进细胞毒性。这些结果进一步解释了 SUCNR1作为促炎受体在CD8+T细胞中的作用。然而，目前尚不清楚其他免疫细胞类型是否依赖于琥珀酸分泌来激活受体的自分泌。此外，考虑到高乳酸浓度也抑制巨噬细胞活性，测试观察到的乳酸诱导的从PC到PDH的转换是否也调节其他免疫细胞类型中的SUNCR1信号将是有趣的。最后，需要进一步的研究来阐明癌症中 SUCNR1的下游信号通路。研究这些途径如何调节细胞毒性活性，不仅将阐明细胞代谢如何满足增殖和细胞毒性的不同要求，而且还有助于理解代谢受体如何被用作CD8+T细胞代谢适应度的传感器。

当研究者通过 SUCNR1信号的代谢调节确定了营养微环境与CD8+T细胞活性之间的特定节点时，研究者也验证了代谢靶点，这些靶点可以增强CD8+T细胞在这种敌对环境中的适应性，从而覆盖TME的抑制作用。值得注意的是，将丙酮酸通量从PDH重定向到PC或直接激活 SUCNR1可以克服乳酸诱导的CD8+T细胞抑制。此外，研究者发现PDH抑制通过特异性增强T效应细胞与aPD-1免疫治疗协同作用。这些发现具有直接的治疗意义，因为研究者使用的PDH抑制剂目前正处于临床试验中。最后，瞄准乳酸的产生可能是一种替代的治疗方法。

总之，研究者得出的结论是，在模拟TME的条件下绘制T细胞代谢图可以提供有价值的见解，并确定在这种敌对环境中改善T细胞功能的新靶点。

研究的局限

在这项研究中，研究者在体外模拟TME条件下证明了CD8+T细胞的代谢重接线。然而，在体内追踪肿瘤浸润淋巴细胞在该领域仍然存在一些技术挑战，主要是由于从肿瘤中分离T细胞的过程很长，这不可避免地影响代谢数据。此外，从肿瘤中获取大量的T细胞用于常规生物化学是一项技术挑战。因此，为了探索研究者的研究结果在体内的相关性，研究者调节了体内最重要的代谢节点，并测量了T细胞效应的功能。

此外，研究者确定了 SUCNR1作为CD8+T细胞代谢适应度的传感器，负责平衡CD8+T细胞的细胞毒性输出和营养可用性。未来，为了确定该受体如何影响CD8+T细胞在癌症中的功能，研究者需要对SUCNR1下游信号通路的重点描述。